L'ARN est transcrit, mais doit être traité sous une forme mature avant que la traduction puisse commencer.

Ce traitement qui a lieu après la transcription d'une molécule d'ARN, mais avant qu'elle ne soit traduite en protéine, est appelé modification post-transcriptionnelle. Comme pour les étapes épigénétique et transcriptionnelle du traitement, cette étape post-transcriptionnelle peut également être régulée pour contrôler l'expression des gènes dans la cellule. Si l'ARN n'est pas traité, transformé ou traduit, aucune protéine ne sera synthétisée.

L'épissage de l'ARN, la première étape du contrôle post-transcriptionnel

Dans les cellules eucaryotes, la transcription de l'ARN contient souvent des régions, appelées introns, qui sont supprimées avant la traduction. Les régions de l'ARN qui codent pour les protéines sont appelées exons. Après la transcription d'une molécule d'ARN, mais avant son départ du noyau à traduire, l'ARN est traité et les introns sont éliminés par épissage. L'épissage est effectué par des épissosomes, des complexes ribonucléoprotéiques qui peuvent reconnaître les deux extrémités de l'intron, couper la transcription à ces deux points et réunir les exons pour la ligature.

Le pré-ARNm peut être épissé alternativement pour créer différentes protéines.

Epissage alternatif de l'ARN

Dans les années 1970, on a observé pour la première fois des gènes présentant un épissage alternatif de l'ARN. L'épissage alternatif de l'ARN est un mécanisme qui permet de produire différents produits protéiques à partir d'un gène lorsque différentes combinaisons d'exons sont combinées pour former l'ARNm. Cet épissage alternatif peut être aléatoire, mais le plus souvent il est contrôlé et agit comme un mécanisme de régulation des gènes, la fréquence des différentes alternatives d'épissage étant contrôlée par la cellule comme moyen de contrôler la production de différents produits protéiques dans différentes cellules ou à différents stades de développement. L'épissage alternatif est désormais considéré comme un mécanisme commun de régulation des gènes chez les eucaryotes ; selon une estimation, 70 % des gènes chez l'homme sont exprimés sous forme de protéines multiples par l'épissage alternatif. Bien qu'il existe de multiples façons d'épisser alternativement les transcriptions d'ARN, l'ordre original des exons (5'-3') est toujours conservé. C'est-à-dire qu'un transcrit avec les exons 1 2 3 4 5 6 7 peut être épissé 1 2 4 5 6 7 ou 1 2 3 6 7, mais jamais 1 2 5 4 3 6 7.

Il existe cinq modes de base d'épissage alternatif.

Comment l'épissage alternatif pourrait-il évoluer ? Les introns ont une séquence de reconnaissance de début et de fin ; il est facile d'imaginer l'échec du mécanisme d'épissage à identifier la fin d'un intron et à trouver à la place la fin de l'intron suivant, ce qui supprime deux introns et l'exon intermédiaire. En fait, il existe des mécanismes pour empêcher un tel saut d'intron, mais des mutations sont susceptibles de conduire à leur défaillance. De telles "erreurs" produiraient plus que probablement une protéine non fonctionnelle. En effet, la cause de nombreuses maladies génétiques est un épissage anormal plutôt que des mutations dans une séquence codante. Cependant, un épissage alternatif pourrait éventuellement créer une variante de protéine sans perte de la protéine d'origine, ouvrant ainsi des possibilités d'adaptation de la nouvelle variante à de nouvelles fonctions. La duplication des gènes a joué un rôle important dans l'évolution des nouvelles fonctions de manière similaire en fournissant des gènes qui peuvent évoluer sans éliminer la protéine fonctionnelle originale.

Question : Chez le serpent à maïs Pantherophis guttatus, il existe plusieurs variantes de couleurs différentes, notamment les serpents amélaniques dont les motifs de la peau ne présentent que des pigments rouges et jaunes. La cause de l'amélanisme chez ces serpents a récemment été identifiée comme étant l'insertion d'un élément transposable dans un intron du gène OCA2 (albinisme oculo-cutané). Comment l'insertion d'un matériel génétique supplémentaire dans un intron pourrait-elle conduire à une protéine non fonctionnelle ?

Visualisez comment l'épissage de l'ARNm se produit en observant le processus en action dans cette vidéo.

Contrôle de la stabilité de l'ARN

Avant que l'ARNm ne quitte le noyau, on lui donne deux "capuchons" protecteurs qui empêchent les extrémités du brin de se dégrader pendant son voyage. Les exonucléases 5' et 3' peuvent dégrader les ARN non protégés. La coiffe 5', qui est placée sur l'extrémité 5' de l'ARNm, est généralement composée d'une molécule de guanosine triphosphate méthylée (GTP). La GTP est placée "à l'envers" sur l'extrémité 5' de l'ARNm, de sorte que les carbones 5' de la GTP et le nucléotide terminal sont liés par trois phosphates. La queue poly-A, qui est attachée à l'extrémité 3', est généralement composée d'une longue chaîne de nucléotides adénine. Ces modifications protègent les deux extrémités de l'ARN contre les attaques des exonucléases.

Une fois l'ARN transporté dans le cytoplasme, on peut contrôler la durée pendant laquelle l'ARN y réside. Chaque molécule d'ARN a une durée de vie définie et se désintègre à un rythme spécifique. Ce taux de décomposition peut influencer la quantité de protéines dans la cellule. Si le taux de décomposition est augmenté, l'ARN n'existera pas aussi longtemps dans le cytoplasme, ce qui réduira le temps disponible pour la traduction de l'ARNm. À l'inverse, si le taux de décomposition est réduit, la molécule d'ARNm résidera plus longtemps dans le cytoplasme et une plus grande quantité de protéines pourra être traduite. Ce taux de décomposition est appelé stabilité de l'ARN. Si l'ARN est stable, il sera détecté plus longtemps dans le cytoplasme.

La liaison des protéines à l'ARN peut également influencer sa stabilité. Les protéines appelées protéines de liaison à l'ARN, ou RBP, peuvent se lier aux régions de l'ARNm juste en amont ou en aval de la région codant la protéine. Ces régions de l'ARN qui ne sont pas traduites en protéines sont appelées les régions non traduites, ou UTR. Ce ne sont pas des introns (ceux qui ont été retirés du noyau). Ce sont plutôt des régions qui régulent la localisation, la stabilité et la traduction des protéines de l'ARNm. La région juste avant la région codant les protéines est appelée UTR 5', tandis que la région après la région codant les protéines est appelée UTR 3'. La liaison des protéines recombinantes à ces régions peut augmenter ou diminuer la stabilité d'une molécule d'ARN, en fonction de la protéine recombinante spécifique qui se lie.

Protéines de liaison à l'ARN. La région codant pour les protéines de cet ARNm traité est flanquée de régions non traduites (UTR) de 5' et 3'. La présence de protéines de liaison à l'ARN au niveau de l'UTR 5' ou 3' influence la stabilité de la molécule d'ARN.

Stabilité de l'ARN et microARN

En plus des RBP qui se lient à l'ARN et en contrôlent (augmentent ou diminuent) la stabilité, d'autres éléments appelés microARN peuvent se lier à la molécule d'ARN. Ces microARN, ou miARN, sont des molécules d'ARN courtes qui ne font que 21 à 24 nucléotides de long. Les miARN sont fabriqués dans le noyau comme des pré-miARN plus longs. Ces pré-miARN sont coupés en miARN matures par une protéine appelée Dicer. Comme les facteurs de transcription et les RBP, les miARN matures reconnaissent une séquence spécifique et se lient à l'ARN ; cependant, les miARN s'associent également à un complexe ribonucléoprotéique appelé complexe de silençage induit par l'ARN (RISC). La composante ARN du RISC s'associe à des séquences complémentaires sur un ARNm et soit entrave la traduction du message, soit entraîne la dégradation de l'ARNm.

D'après Eukaryotic Post-transcriptional Gene Regulation